Los hisopos de prueba de antígenos son comparables a los hisopos nasofaríngeos para la secuenciación del SARS

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 11255 (2023) Citar este artículo

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La vigilancia genómica viral ha sido parte integral de la respuesta global a la pandemia de SARS-CoV-2. Los esfuerzos de vigilancia dependen de la disponibilidad de muestras clínicas representativas de las actividades de prueba en curso. Sin embargo, las prácticas de prueba han cambiado recientemente debido a la amplia disponibilidad y uso de pruebas rápidas de antígenos, lo que podría generar lagunas en futuros esfuerzos de monitoreo. Como tal, las estrategias de vigilancia genómica deben adaptarse para incluir flujos de trabajo de laboratorio que sean sólidos para el tipo de muestra. Con ese fin, comparamos los resultados de RT-qPCR y la secuenciación del genoma viral utilizando muestras de hisopos positivos de la tarjeta de antígeno BinaxNOW COVID-19 (N = 555) con los obtenidos de hisopos nasofaríngeos (NP) utilizados para las pruebas de amplificación de ácido nucleico (N = 135). Mostramos que los hisopos obtenidos de tarjetas de antígenos tienen un rendimiento comparable al de las muestras de hisopos NP, lo que proporciona una alternativa viable y permite la posible expansión de la vigilancia genómica viral a clínicas ambulatorias, así como a otros entornos donde a menudo se utilizan pruebas rápidas de antígenos.

La enfermedad por coronavirus 2019 (COVID-19) ha puesto de relieve el papel fundamental que desempeñan en la salud pública las pruebas continuas y la vigilancia genómica viral para rastrear variantes emergentes, comprender la transmisión, vincular la evolución viral con cambios en la epidemiología de la enfermedad, diseñar y evaluar herramientas de diagnóstico y pronosticar la eficacia de las vacunas en el contexto de la diversidad viral1,2. La COVID-19 causada por el síndrome respiratorio agudo grave coronavirus 2 (SARS-CoV-2) ha provocado aproximadamente 760 millones de casos confirmados y 6,9 millones de muertes notificadas en todo el mundo por la Organización Mundial de la Salud (OMS)3. La evolución del genoma del SARS-CoV-2 a lo largo de la pandemia ha dado lugar a la aparición continua de nuevas variantes con mayor transmisibilidad, gravedad de la enfermedad y capacidad de escape inmunológico4,5,6. Desde que se publicaron las primeras secuencias del genoma del SARS-CoV-2 en enero de 20207, se han compartido más de 15 millones de secuencias a través de la base de datos de la Iniciativa global para compartir todos los datos sobre la influenza (GISAID)8 y se han depositado más de 7 millones de secuencias de nucleótidos en el Centro Nacional de Biotechnology Information (NCBI) (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/sars-cov-2/) hasta el 29 de mayo de 2023. El esfuerzo sin precedentes para monitorear la evolución viral del SARS-CoV-2 ha cambiado permanentemente el enfoque para Vigilancia genómica de patógenos en todo el mundo.

Los enfoques de secuenciación del genoma del SARS-CoV-2 se han aplicado más ampliamente a muestras de diagnóstico positivas de pruebas de amplificación de ácidos nucleicos (NAAT). El estándar de oro y la NAAT más utilizada es la reacción en cadena de la polimerasa con transcripción inversa en tiempo real (RT-PCR). Dado que tanto los enfoques de secuenciación viral como la RT-PCR amplifican directamente el material genómico viral, los métodos y reactivos de recolección y los protocolos posteriores se superponen, lo que lo convierte en un enfoque útil para la vigilancia genómica. Este ha sido un enfoque eficaz ya que la RT-PCR fue el enfoque más utilizado al principio de la pandemia.

Sin embargo, el panorama de las pruebas ha cambiado considerablemente durante el transcurso de la pandemia hacia las pruebas de diagnóstico rápido (RDT), más comúnmente pruebas de flujo lateral (LFT) basadas en antígenos. En la actualidad hay más de 400 PDR de SARS-CoV-2 disponibles comercialmente en todo el mundo9,10, y varias LFT basadas en antígenos están autorizadas para pruebas caseras de venta libre mediante autorización de uso de emergencia (EUA) en los EE. UU.11. Los ensayos basados en antígenos detectan proteínas virales específicas o el virus directamente sin pasos de amplificación por PCR12. La versatilidad de las LFT para una amplia aplicación en escuelas, clínicas y hogares ha aumentado significativamente su uso. Además, en un esfuerzo por aumentar la detección de COVID-19, EE. UU. ha puesto a disposición LFT de forma gratuita a través de pedidos por correo, y posteriormente distribuyó más de 270 millones de kits de prueba hasta marzo de 202213. La sensibilidad de las LFT basadas en antígenos es comparativamente menor que la de las NAAT, especialmente en casos de baja carga viral o infección asintomática9,14,15,16,17,18; sin embargo, cuando se utiliza dentro de los 5 a 7 días posteriores al inicio entre personas sintomáticas, la prueba puede alcanzar una sensibilidad del 99,2% y una especificidad del 100,0%19. En comparación con las NAAT, las LFT funcionan bien con cargas virales correspondientes a un valor Ct de RT-qPCR ≤ 33 ciclos20,21,22.

Dado que una vigilancia genómica viral sólida depende de la adquisición de casos positivos a través de pruebas, los cambios en las prácticas de pruebas afectarán los esfuerzos de vigilancia si los flujos de trabajo de los laboratorios no son sólidos según el tipo de muestra. La capacidad de utilizar hisopos previamente recolectados de LFT positivas para el análisis genómico sería de particular beneficio. A medida que las prácticas de prueba en EE. UU. y el extranjero continúen cambiando, una mayor proporción de las pruebas se realizará a través de LFT. La capacidad de secuenciar a partir de LFT permitirá a los investigadores obtener muestras virales representativas que abarquen el alcance geográfico y epidemiológico de la pandemia, a medida que los esfuerzos de vigilancia genómica viral continúen durante las fases posteriores de la respuesta. Además, es probable que se realicen más pruebas de LFT fuera del ámbito sanitario. Este cambio podría reducir significativamente las muestras disponibles para la vigilancia genómica viral y sesgar las muestras disponibles solo para aquellas pruebas realizadas en un entorno clínico, lo que resultaría en un sesgo hacia casos más graves. La captura de muestras de LFT ampliaría la representación de la vigilancia genómica. Con este fin, comparamos la capacidad de utilizar hisopos recolectados de LFT para la secuenciación del genoma viral con hisopos nasofaríngeos (NP) utilizados para NAAT. Principalmente, buscamos determinar si el reactivo de extracción u otro componente del procesamiento de muestras utilizado para las pruebas BinaxNOW COVID-19 Ag Card interrumpió la capacidad de realizar la secuenciación del genoma del SARS-CoV-2.

De las 690 muestras, 611 tenían virus detectables en la muestra según los valores de RT-qPCR Ct después de la extracción de ARN. Hubo una diferencia significativa entre las muestras NAAT y LFT que no lograron amplificarse con una mayor proporción de muestras LFT extraídas con éxito (80,7% N = 109 muestras NAAT frente a 90,5% N = 502 LFT, p <0,00001) (Fig. 1A). Entre las muestras que tenían virus detectable, comparamos los valores de RT-qPCR Ct y no encontramos diferencias significativas entre las muestras NAAT y LFT (mediana de 21,7 para NAAT y 21,9 para LFT, p = 0,27) (Fig. 1B).

Gráficos que muestran la comparación de métricas de calidad de secuenciación entre hisopos NAAT y LFT. (A) Gráfico de barras del recuento del tipo de hisopo según el resultado de RT-qPCR. (B) Muestras con virus detectable según el tipo de hisopo por valor de Ct. Los valores p correspondientes se informan en cada panel.

Utilizando un valor de corte de Ct de ≤ 30, 519 muestras (78 NAAT y 390 LFT) se avanzaron hacia la secuenciación del genoma viral. Posteriormente, encontramos que no hubo diferencias significativas entre las muestras NAAT y LFT en la proporción que falló en la secuenciación (8,1 % NAAT frente a 10,3 % LFT, p = 0,48) y solo una diferencia significativa moderada en la mediana de la cobertura de secuenciación (mediana de 183 para NAAT vs 199 LFT, p = 0,0018) (Figura complementaria 1A). Las asignaciones de linaje para las muestras secuenciadas se muestran en la Fig. 2. La mayoría de las muestras (96,2%) se asignaron a la variante Omicron del SARS-CoV-2 (BA.1 y BA.1.1).

Distribución de linaje de las muestras secuenciadas estratificadas por tipo de hisopo. El gráfico muestra la distribución de los distintos linajes de variantes del SARS-CoV-2 para cada tipo de hisopo.

Al comparar el tiempo desde la recolección de muestras hasta la extracción de ARN, se identificó que el tiempo hasta la extracción fue significativamente más corto para las muestras LFT debido a la logística de nuestro proceso de adquisición de muestras (mediana de 20 días para NAAT frente a 6 días para LFT, p <0,00001) (Figura complementaria .1B). Para evaluar el impacto del tiempo transcurrido hasta la extracción sobre los resultados, se compararon los resultados de cada tipo de muestra de forma independiente. No encontramos ninguna diferencia significativa en el tiempo hasta la extracción para los resultados aprobados o fallidos para los hisopos NAAT (mediana de 19 días para los aprobados frente a 23 para los fallidos, p = 0,15) (Figura 1C complementaria) o los hisopos LFT (mediana de 6 días para los aprobado versus 7 para reprobado, p = 0,16) (Figura complementaria 1D).

A pesar de nuestra falta de asociación del tiempo hasta la extracción en los resultados de la secuenciación, aún intentamos descartar el efecto de la diferencia en el tiempo hasta la extracción entre los hisopos NAAT y LFT; Por lo tanto, realizamos un subanálisis mediante muestreo descendente basado en el tiempo hasta la extracción. Limitamos la submuestra a muestras con un tiempo de extracción de 14 a 21 días. Esto dio como resultado 41 hisopos NAAT y 44 hisopos LFT, de los cuales 35 NAAT y 38 LFT tuvieron valores de Ct detectables sin diferencias significativas en el fracaso por tipo de hisopo (p = 0,6). Después de subconjuntos de los datos, el tiempo medio de extracción para los hisopos NAAT y LFT fue de 16 días sin diferencias significativas (p = 0,352) (Figura complementaria 2A). Además, no hubo una diferencia significativa en el tiempo hasta la extracción para las muestras que no se amplificaron para hisopos NAAT o LFT (Figura complementaria 2B). Para la submuestra, el valor Ct de RT-qPCR tampoco fue significativamente diferente entre los hisopos NAAT y LFT (mediana de NAAT 19,9 frente a 20,9 para LFT, p = 0,404) (Figura complementaria 2C). Utilizando un valor de corte de Ct de ≤ 30, 35 (85 %) muestras NAAT y 38 (86 %) muestras LFT avanzaron a la secuenciación. Tampoco hubo diferencias significativas en la proporción de muestras del subconjunto que fallaron en la secuenciación o diferencias en la cobertura de secuenciación entre aquellas secuenciadas con éxito (Figura complementaria 2D). La significancia estadística del subanálisis no cambió cuando se iniciaron los subgrupos para generar grupos de 100 para cada comparación, lo que nos llevó a creer que los tamaños de muestra más pequeños no ocultaban cambios significativos.

Para examinar más a fondo el efecto del tiempo hasta la extracción sobre la cobertura y los valores de RT-qPCR, realizamos un análisis de correlación de orden de clasificación de Spearman. No identificamos ninguna correlación significativa entre el tiempo hasta la extracción y los valores de RT-qPCR CT en los datos totales (R = − 0,02, p = 0,65) o los datos del subconjunto (R = 0,09, p = 0,52). Tampoco hubo una correlación significativa entre el tiempo hasta la extracción y la cobertura en el conjunto de datos total (R = − 0,02, p = 0,7) o los datos del subconjunto (R = − 0,22, p = 0,1).

Al secuenciar muestras derivadas de hisopos NAAT NP y muestras derivadas de hisopos positivos de BinaxNOW COVID-19 Ag Card y comparar las proporciones de secuenciación exitosa, cobertura del genoma y valores Ct de RT-qPCR, demostramos que los reactivos de extracción y el procesamiento de muestras no tienen un impacto significativo. la capacidad de recuperar genomas virales del SARS-CoV-2. Esto sugiere que los hisopos LFT positivos podrían servir como una alternativa viable para la vigilancia genómica. Al comparar los resultados de la secuenciación de las tarjetas LFT con los hisopos NAAT, no hubo diferencias significativas entre la proporción de muestras fallidas, la cobertura del genoma o los valores Ct de RT-qPCR. Observamos que las muestras NAAT tuvieron un tiempo de extracción significativo, pero marginal, más largo que las muestras LFT. Sin embargo, no observamos una correlación significativa entre el tiempo hasta la extracción y la cobertura del genoma o los valores de RT-qPCR Ct, lo que implica que la diferencia en el tiempo hasta la extracción no tiene un impacto manifiesto. Estos hallazgos indican que la secuenciación de hisopos LFT positivos podría complementar la secuenciación tradicional de hisopos NAAT y al mismo tiempo producir una calidad de secuenciación muy similar. La mayor capacidad para extraer y amplificar el ARN viral de las LFT es consistente con el rendimiento de su prueba, ya que estudios previos han demostrado que es más probable que informen resultados positivos con cargas virales más altas correspondientes a valores de RT-qPCR Ct <30. Esto puede explicar parcialmente el gran éxito en la secuenciación del genoma viral a partir de hisopos LFT positivos.

La capacidad de utilizar hisopos de PDR para la secuenciación del genoma del SARS-CoV-2 es importante para futuros esfuerzos de vigilancia. A medida que las PDR, como las tarjetas Ag BinaxNOW COVID-19, se vuelvan más accesibles y ubicuas, los hisopos NP se limitarán cada vez más a un entorno clínico donde se emplean NAAT de forma rutinaria. Este cambio podría potencialmente sesgar los datos de vigilancia genómica hacia casos más graves que requieren intervención clínica. La captura de muestras de las PDR realizadas en el hogar o en la clínica nos permitiría generar datos de vigilancia que sean más representativos. Además, al utilizar el exceso clínico de hisopos recolectados previamente, también eliminamos la necesidad de recolectar un segundo hisopo, lo que puede simplificar los protocolos del IRB para estudios clínicos y aumentar la participación en los estudios. El futuro de las PDR de venta libre dependerá del curso de la pandemia. Si bien la declaración de emergencia de salud pública por COVID-19 expiró recientemente en mayo de 2023, la EUA que permite su uso sigue vigente. De ahora en adelante, los fabricantes deberán solicitar la aprobación formal de la FDA para su uso continuo. Sin embargo, parece que el uso generalizado de las PDR durante la pandemia podría indicar un cambio de paradigma en cuanto a la disponibilidad de pruebas de enfermedades infecciosas en el hogar y en la clínica, y creemos que nuestros hallazgos pueden informar las estrategias de vigilancia para patógenos epidemiológicamente similares para los cuales se utilizan las PDR. están empleados actualmente. Sin lugar a dudas, la disponibilidad de PDR de venta libre ha brindado capacidad de acción al público, permitiendo a las personas utilizar las pruebas para gestionar su riesgo personal y ayudar en la toma de decisiones. Posiblemente las pruebas caseras podrían ampliarse a otros patógenos respiratorios como el virus de la influenza o el virus respiratorio sincitial (VRS), que comúnmente se diagnostican en el ámbito ambulatorio mediante pruebas rápidas de antígenos. Con esta posibilidad en mente, debemos repensar el futuro de la vigilancia genómica viral para que el muestreo de casos en la comunidad siga siendo sólido.

Una posible solución para obtener muestras de pruebas en el hogar sería asociarse con el programa de prueba gratuita de COVID-19 en el hogar del gobierno para proporcionar a una submuestra de destinatarios franqueo prepago y contenedores de envío con medios de transporte viral (VTM) que podrían usarse. enviar muestras positivas a centros de secuenciación. También se podría considerar la remuneración para incentivar la participación. Si bien las condiciones de almacenamiento y transporte en el hogar pueden variar considerablemente, las pruebas genéticas directas al consumidor a través de compañías como 23andMe y AncestryDNA proporcionan un modelo para la recolección y transporte de muestras con la aplicación prevista de la secuenciación. Además, varios estudios han evaluado exhaustivamente la estabilidad del ARN del SARS-CoV-2 en diversas condiciones de almacenamiento y transporte con y sin medio de transporte y almacenamiento en frío. En el estudio de Alfaro-Nunez et al., encontraron que el ARN viral permanecía estable en hisopos secos sin tampón hasta por 26 días cuando se dejaban a temperatura ambiente23. Estudios similares encontraron que los valores de qRT-PCR Ct permanecieron estables entre las muestras almacenadas en solución salina tamponada con fosfato o VTM a temperatura ambiente durante hasta 28 días, independientemente de las cargas virales24,25,26,27. Si bien estos estudios se han centrado en gran medida en el rendimiento de qRT-PCR, la solidez de la secuenciación del genoma del SARS-CoV-2 se ha demostrado mediante la capacidad de reconstruir con éxito genomas virales a partir de muestras aparentemente complejas o de baja calidad, incluidas aguas residuales y superficies ambientales28,29. Con el nivel actual de pruebas en el hogar, incluso una modesta tasa de falla en la secuenciación de muestras recolectadas a través de un programa de envío por correo mejoraría significativamente la vigilancia genómica comunitaria. En el entorno de atención médica ambulatoria, las clínicas de atención primaria que realizan PDR están equipadas para recolectar y almacenar muestras como se describe en este estudio y proporcionarían una fuente viable para el muestreo comunitario, muy similar a la Red de Vigilancia de Enfermedades Similares a la Influenza para Pacientes Ambulatorios de EE. UU. (ILINet) de los CDC.

Nuestro estudio no está exento de limitaciones. Debido a la naturaleza observacional de nuestro estudio, no podemos comparar directamente el éxito de la secuenciación de diferentes tipos de muestras del mismo participante. Además, no consideramos los antecedentes de vacunación ni la gravedad de la enfermedad, que pueden variar entre entornos (es decir, NAAT: hospital, PDR: clínica); sin embargo, la población de estudio de la que se obtuvieron estas muestras estaba generalmente sana y probablemente experimentó una enfermedad leve. Como nota, las muestras que no superan la secuenciación pueden deberse a errores técnicos en la preparación de la biblioteca; sin embargo, esperamos que este efecto sea independiente del tipo de hisopo. Además, informamos una diferencia significativa en el tiempo hasta la extracción de ARN entre los dos grupos. Para mitigar este problema, realizamos nuestro análisis utilizando un subconjunto de los datos totales en el que el tiempo de extracción fue de entre 14 y 21 días. Este subconjunto resultó en una cantidad similar de muestras entre los dos grupos con un tiempo similar de extracción. Finalmente, en nuestro estudio, los hisopos positivos de BinaxNOW COVID-19 Ag Card se retiraron de la tarjeta, se colocaron en medios de transporte y se almacenaron en el refrigerador de una clínica hasta su transporte al laboratorio. Si bien este protocolo puede funcionar en entornos clínicos y ambulatorios, puede no ser adecuado para pruebas en el hogar, lo que deja sin respuesta la cuestión de la viabilidad en el mundo real. De hecho, no evaluamos sistemáticamente el efecto de la variación en las condiciones de transporte y almacenamiento en las secuenciaciones del genoma viral; sin embargo, los estudios previos descritos anteriormente han demostrado que la estabilidad del ARN viral es sólida ante la duración y las condiciones del almacenamiento23,27,30. Si bien estudios posteriores que utilizan muestreo paralelo del mismo individuo o una variedad de PDR actualmente comercializadas podrían resolver estas limitaciones, creemos que nuestro estudio actual demuestra la capacidad de secuenciar con éxito el SARS-CoV-2 a partir de hisopos utilizados para las LFT. En general, mostramos que la secuenciación de hisopos LFT no solo es posible, sino que también da como resultado valores Ct de RT-qPCR, cobertura del genoma y tasas de falla de secuenciación comparables. Estos hallazgos proporcionan la base para la vigilancia genómica viral basada en la comunidad, que permitirá a la salud pública mantener casos de muestreo representativos mientras continuamos con los esfuerzos de mitigación de la pandemia.

Se recogieron un total de 690 hisopos de prueba de muestras NP de pruebas positivas de NAAT realizadas en BioFire Torch utilizando el panel Respiratory 2.1 (en adelante denominado NAAT, N = 135) o de LFT de antígeno rápido BinaxNOW positivas (N = 555). Se recolectaron hisopos NP de niños que buscaron atención en un hospital local en Orlando, FL, entre octubre de 2021 y febrero de 2022. Los hisopos NP NAAT positivos se colocaron en el escudo VTM de ADN/ARN de Zymo Research y se almacenaron a 4 °C en el centro de atención médica hasta la programación semanal. levantar. Luego, las muestras se transportaron al laboratorio de investigación en una hielera de poliestireno y hielo siguiendo las regulaciones de materiales peligrosos del Departamento de Transporte de EE. UU. y posteriormente se almacenaron a 4 °C hasta la extracción del ARN. Los hisopos LFT se recolectaron principalmente de personas en edad universitaria que buscaban atención en la clínica del servicio de salud para estudiantes universitarios durante el mismo período, de octubre de 2021 a febrero de 2022. Los LFT de antígeno rápido BinaxNOW se realizaron de acuerdo con la fabricación, que requiere que se inserte el hisopo de las narinas anteriores. directamente en la tarjeta de prueba. Después de la identificación de las muestras positivas, los hisopos se retiraron de las tarjetas de prueba y se colocaron en el protector de ADN/ARN de Zymo Research y se almacenaron a 4 °C en la clínica hasta su recogida diaria. Los hisopos se transportaron por mensajería al laboratorio de investigación, que estaba ubicado junto a la clínica, y se almacenaron a 4 °C hasta la extracción del ARN.

La extracción de ARN para todas las muestras se realizó utilizando la plataforma automatizada del kit QIAcube HT del virus QIAamp 96. Nuestras reacciones de RT-qPCR se llevaron a cabo en una reacción de 10 μL utilizando 4 × mezcla maestra TaqPath (Thermo Fisher Scientific, Massachusetts, EE. UU.), 0,25 μM cada una de la sonda qPCR 2019-nCoV_N1 (CDC) (5′-FAM-ACCCCGCATTACGTTTTGGTGGACC-BHQ1 -3'), cebador directo (5′-GACCCCAAAATCAGCGAAAT-3') y cebador inverso (5′-TCTGGTTACTGCCAGTTGAATCTG-3'), 4,25 μl de H2O de grado molecular y 2,5 μl de ARN molde. La RT-qPCR se realizó en un instrumento CFX Opus 96 (Bio-Rad Laboratories, Hercules, California, EE. UU.) con las siguientes condiciones: incubación UNG a 25 °C durante 2 min; paso de transcripción inversa a 50 °C durante 15 min, seguido de activación de la polimerasa a 95 °C durante 2 min, y finalmente, 35 ciclos de amplificación a 95 °C durante 15 s y 55 °C durante 30 s. Todas las muestras se analizaron por duplicado, incluidos los controles positivos y sin plantilla.

Se seleccionaron muestras con valores de RT-qPCR Ct ≤ 30 para la secuenciación. Las muestras se prepararon y secuenciaron de acuerdo con el paquete de expansión Oxford Nanopore Technologies Midnight RT-PCR (EXP-MRT001) junto con el protocolo Rapid Barcoding Kit 96 (SQK-RBK110.96). En resumen, el ADNc viral se transcribió de forma inversa, seguido de una amplificación por PCR en mosaico, una ligadura rápida de códigos de barras, una combinación y una limpieza de perlas SPRI. Las bibliotecas se secuenciaron utilizando celdas de flujo (R9.4.1) con GridION. La llamada de base y la demultiplexación se realizaron en tiempo real utilizando el software GridION. El montaje se realizó en dos pasos (utilizando parámetros predeterminados) siguiendo el protocolo bioinformático de ARTIC Network (https://artic.network/ncov-2019/ncov2019-bioinformatics-sop.html). El script gupplyplex se utilizó para el control de calidad y el filtrado de lecturas (fragmentos de 1000 a 1500 pb), seguido del ensamblaje con la canalización MinION, utilizando medaka para llamar a variantes, con referencia Wuhan-Hu-1 (número de acceso de GenBank MN908947.3). Luego utilizamos la herramienta de software pangolin para asignar el linaje de cada muestra.

Para evaluar la idoneidad de las muestras obtenidas de pruebas rápidas de antígenos positivas para su uso en la secuenciación del genoma viral, comparamos la extracción de ARN viral, la RT-qPCR y el éxito de la secuenciación con las muestras recolectadas del exceso clínico de NAAT positivas. Primero evaluamos las diferencias estadísticamente significativas entre la fecha de recolección y la fecha de extracción del ARN viral entre las dos muestras. Luego comparamos la frecuencia de las muestras que no lograron amplificarse durante la RT-qPCR y los valores de umbral del ciclo (Ct) resultantes entre las que se amplificaron. El valor de Ct es inversamente proporcional a la cantidad de diana viral en la muestra: los valores de Ct más bajos se asocian con una mayor cantidad de virus y los valores más altos se asocian con una cantidad menor. Por último, evaluamos el éxito de la secuenciación (muestras fallidas, cobertura del genoma viral y genomas que pasaron el control de calidad de la secuenciación) entre los dos grupos. Se utilizó la estadística de chi cuadrado para comparar frecuencias entre categorías (p. ej., pasa/no pasa para NAAT versus LFT) y se usó la prueba U de Mann-Whitney31 para determinar si los valores entre dos grupos eran de tamaños significativamente diferentes. Además, para el subanálisis que evalúa la posible asociación del tiempo hasta la extracción en los resultados de la secuenciación, probamos la solidez de la prueba U de Mann-Whitney para el tamaño de nuestra muestra arrancando los subgrupos (41 y 44, respectivamente) para generar dos grupos de 100 para cada comparación y volvimos a ejecutar la prueba estadística y encontramos que la significancia, definida por un valor de p <0,05, no se vio afectada. Todo el análisis estadístico se realizó utilizando Python 3.10.232. Todas las visualizaciones se produjeron con Rstudio con la versión 3.6.033.

Este estudio fue revisado por la Junta de Revisión Institucional de la Universidad de Florida Central y recibió una determinación de sujeto no humano.

Todos los datos producidos en el presente estudio están disponibles previa solicitud razonable a los autores. Los conjuntos de datos generados y/o analizados para este estudio actual están disponibles en GISAID y los ID de acceso se enumeran en la Tabla complementaria 1 junto con metadatos adicionales.

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Este trabajo fue financiado en parte por una subvención de la Fundación Rockefeller a la Universidad de Florida y la Universidad de Florida Central para acelerar la vigilancia genómica regional. Las opiniones y hallazgos son los de los autores y no los del financiador (La Fundación Rockefeller).

Escuela Burnett de Ciencias Biomédicas, Universidad de Florida Central, Orlando, FL, EE. UU.

Alexa Trujillo, Sobur Ali, Eleonora Cella, Catherine Johnston y Taj Azarian

Broad Institute del MIT y Harvard, Cambridge, MA, 02142, EE. UU.

Katherine C. DeRuff y Pardis C. Sabeti

Clúster de Genómica y Bioinformática, Universidad de Florida Central, Orlando, FL, 32816-2993, EE. UU.

Taj Azarian

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TA, PCS y KCD conceptualizaron el estudio. La metodología de laboratorio fue realizada y planificada por AT, SA, KCD, TA La investigación y el análisis bioinformático fueron realizados por SAH, AT, SA, EC, CJ Las visualizaciones fueron creadas por SAH, AT y EC La supervisión del estudio fue realizada por TA y PCS La redacción de el borrador original fue realizado por SAH, AT, SA, EC, TA La revisión del manuscrito y las ediciones fueron realizadas por SAH, SA, EC, KCD, PCS y TA

Correspondencia a Taj Azarian.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Hassouneh, S.AD., Trujillo, A., Ali, S. et al. Los hisopos de prueba de antígenos son comparables a los hisopos nasofaríngeos para la secuenciación del SARS-CoV-2. Representante científico 13, 11255 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-37893-5

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Recibido: 16 de julio de 2022

Aceptado: 29 de junio de 2023

Publicado: 12 de julio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-37893-5

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